- Код статьи
- S0044450225010086-1
- DOI
- 10.31857/S0044450225010086
- Тип публикации
- Статья
- Статус публикации
- Опубликовано
- Авторы
- Том/ Выпуск
- Том 80 / Номер выпуска 1
- Страницы
- 81-94
- Аннотация
- Сформированы покрытия внутренних стенок кварцевого капилляра на основе катионного высокомолекулярного хитозана со степенью деацетилирования 95%. Изучена зависимость скорости электроосмотического потока от рН фонового электролита, и проведена оценка стабильности покрытия при воздействии различных растворителей. Результаты сопоставлены с другим катионным покрытием на основе поли(диаллилдиметиламмоний хлорида) (ПДАДМАХ). Показано, что при разделении аминокислот, катехоламинов и органических кислот сформированные покрытия на основе хитозана незначительно уступают в эффективности покрытиям из ПДАДМАХ, но обеспечивают более высокое разрешение исследуемых биологически активных аналитов. Установлено, что хитозан на внутренних стенках кварцевого капилляра способствует повышению энантиоселективности при разделении энантиомеров β-блокаторов (карведилола, пропранолола, соталола) при наличии в фоновом электролите (2-гидроксипропил)-β-циклодекстрина, а также нестероидных противовоспалительных веществ (кетопрофена и кеторалака) с использованием в качестве второго хирального селектора ванкомицина.
- Ключевые слова
- капиллярный электрофорез физически адсорбированные покрытия стенок кварцевого капилляра хитозан хиральное разделение
- Дата публикации
- 15.09.2025
- Год выхода
- 2025
- Всего подписок
- 0
- Всего просмотров
- 16
Библиография
- 1. Карцова Л.А., Макеева Д.В., Бессонова Е.А. Современное состояние метода капиллярного электрофореза // Журн. аналит. химии. 2020. Т. 12. № 75. С. 1059. https://doi.org/10.31857/S0044450220120087 (Kartsova L.A., Makeeva D.V., Bessonova E.A. Current status of capillary electrophoresis // J. Anal. Chem. 2020. V. 12. № 75. P. 1497. https://doi.org/10.1134/S1061934820120084)
- 2. Voeten R.L. C., Ventouri I.K., Haselberg R., Somsen G.W. Capillary Electrophoresis: Trends and Recent Advances // Anal. Chem. 2018. V. 90. № 3. P. 1464. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.8b00015
- 3. Gao Z., Zhong W. Recent (2018–2020) development in capillary electrophoresis // Anal. Bioanal. Chem. 2022. V. 414. № 1. P. 115. https://doi.org/10.1007/s00216-021-03290-y
- 4. Hajba L., Guttman A. Recent advances in column coatings for capillary electrophoresis of proteins // TrAC, Trends Anal. Chem. 2017. V. 90. P. 38. https://doi.org/10.1016/j.trac.2017.02.013
- 5. Карцова Л.А., Кравченко А.В., Колобова Е.А. Ковалентные покрытия кварцевых капилляров для электрофоретического определения биологически активных аналитов // Журн. аналит. химии. 2019. Т. 74. № 8. С. 563. https://doi.org/10.31857/S0044450221090061 (Kartsova L.A., Kravchenko A.V., Kolobova E.A. Covalent coatings of quartz capillaries for the electrophoretic determination of biologically active analytes // J. Anal. Chem. 2019. V. 74. № 8. P. 729. https://doi.org/10.1134/S1061934819080100)
- 6. Znaleziona J., Petr J., Knob R. Dynamic coating agents in CE // Chromatographia. 2008. V. 67. P. 5. https://doi.org/10.1365/s10337-007-0509-y
- 7. Robb C.S. Applications of physically adsorbed polymer coatings in capillary electrophoresis // J. Liq. Chromatogr. Relat. Technol. 2007. V. 30. № 5–7. P. 729. https://doi.org/10.1080/10826070701191029
- 8. Guo X.F., Guo X.M., Wang H., Zhang H.S. One step physically adsorbed coating of silica capillary with excellent stability for the separation of basic proteins by capillary zone electrophoresis // Talanta. 2015. V. 144. P. 110. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2015.05.080
- 9. McGettrick J.R., Palmer C.P. Evaluation of poly([2-(acryloyloxy)ethyl]trimethylammonium chloride) cationic polymer capillary coating for capillary electrophoresis and electrokinetic chromatography separations // J. Sep. Sci. 2017. V. 40. № 20. P. 4060. https://doi.org/10.1002/jssc.201700461
- 10. Duša F., Witos J., Karjalainen E., Viitala T., Tenhu H., Wiedmer S.K. Novel cationic polyelectrolyte coatings for capillary electrophoresis // Electrophoresis. 2016. V. 37. № 2. P. 363. https://doi.org/10.1002/elps.201500275
- 11. Sola L., Chiari M. Tuning capillary surface properties by charged polymeric coatings // J. Chromatogr. A. 2015. V. 1414. P. 173. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2015.08.032
- 12. Zandkarimi M., Shafaati A., Foroutan S.M., Lucy C.А. Improvement of electrophoretic enantioseparation of amlodipine by polybrene // Iran. J. Pharm. Res. 2012. V. 11. № 1. P. 129.
- 13. Pei L., Lucy C.A. Insight into the stability of poly(diallydimethylammoniumchloride) and polybrene poly cationic coatings in capillary electrophoresis // J. Chromatogr. A. 2014. V. 1365. P. 226. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2014.09.013
- 14. Ullsten S., Zuberovic A., Bergquist J. Adsorbed cationic polymer coatings for enhanced capillary electrophoresis/mass spectrometry of proteins // Methods Mol. Biol. 2008. V. 384. P. 631. https://doi.org/10.1007/978-1-59745-376-9_25
- 15. Huhn C., Ramautar R., Wuhrer M., Somsen G.W. Relevance and use of capillary coatings in capillary electrophoresis-mass spectrometry // Anal. Bioanal. Chem. 2010. V. 396. № 1. P. 297. https://doi.org/10.1007/s00216-009-3193-y
- 16. Pattky M., Barkovits K., Marcus K., Weiergräber O.H., Huhn C. Statically adsorbed coatings for high separation efficiency and resolution in CE–MS peptide analysis: Strategies and implementation // Methods Mol. Biol. 2016. V. 1483. P. 53. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-6403-1_4
- 17. Ribeiro J.C. V., Vieira R.S., Melo I.M., Araújo V.M. A., Lima V. Versatility of chitosan-based biomaterials and their use as scaffolds for tissue regeneration // Sci. World J. 2017. V. 2017. Article 8639898. https://doi.org/10.1155/2017/8639898
- 18. Sahariah P., Másson M. Antimicrobial chitosan and chitosan derivatives: A review of the structure-activity relationship // Biomacromolecules. 2017. V. 18. № 11. P. 3846. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.7b01058
- 19. Thevarajah J.J., Van Leeuwen M. P., Cottet H., Castignolles P., Gaborieau M. Determination of the distributions of degrees of acetylation of chitosan // Int. J. Biol. Macromol. 2017. V. 95. P. 40. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2016.10.056
- 20. Yao Y.J., Li S.F. Y. Capillary zone electrophoresis of basic proteins with chitosan as a capillary modifier // J. Chromatogr. A. 1994. V. 663. № 1. P. 97. https://doi.org/10.1016/0021-9673 (94)80500-8
- 21. Kumar M.N., Muzzarelli R.A., Muzzarelli C., Sashiwa H., Domb A.J. Chitosan chemistry and pharmaceutical perspectives // Chem. Rev. 2004. V. 104. № 12. Р. 6017. https://doi.org/10.1021/cr030441b
- 22. Huang X., Wang Q., Huang B. Preparation and evaluation of stable coating for capillary electrophoresis using coupled chitosan as coated modifier // Talanta. 2006. V. 69. Р. 463. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2005.10.015
- 23. Jia Y., Cao J., Zhou J., Zhou P. Methyl chitosan coating for glycoform analysis of glycoproteins by capillary electrophoresis // Electrophoresis. 2020. V. 41. № 9. P. 729. https://doi.org/10.1002/elps.201900333
- 24. Porpiglia N.M., Tagliaro I., Pellegrini B., Alessi A., Tagliaro F., Russo L. et al. Chitosan derivatives as dynamic coatings for transferrin glycoform separation in capillary electrophoresis // Int. J. Biol. Macromol. 2024. V. 254. Article 127888. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2023.127888
- 25. Vitali L., Della Betta F., Costa A.C., Vaz F.A., Oliveira M.A., Vistuba J.P. et al. New multilayer coating using quaternary ammonium chitosan and κ-carrageenan in capillary electrophoresis: Application in fast analysis of betaine and methionine // Talanta. 2014. V. 123. P. 45. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2014.01.047
- 26. Zhou L.P., Chen Y., Hu H., Yu B., Wang G.W., Cong H.L. Novel diazoresin/carboxymethyl chitosan capillary coating for the analysis of proteins by capillary electrophoresis // Ferroelectrics. 2018. V. 529. № 1. P. 24. https://doi.org/10.1080/00150193.2018.1448184
- 27. Nishi H., Kuwahara Y. Enantiomer separation by capillary electrophoresis utilizing noncyclic mono-, oligo- and polysaccharides as chiral selectors // J. Biochem. Biophys. Methods. 2001. V. 48. № 2. P. 89. https://doi.org/10.1016/s0165-022x (01)00142-7
- 28. Yu R.B., Quirino J.P. Chiral selectors in capillary electrophoresis: Trends during 2017–2018 // Molecules. 2019. V. 24. № 6. Article 1135. https://doi.org/10.3390/molecules24061135
- 29. Буданова Н.Ю., Шаповалова Е.Н., Шпигун О.А. Изучение возможности использования хитозана в капиллярном электрофорезе // Вестн. Моск. ун-та. Сер. 2. Химия. 2006. Т. 47. №3. С. 177–181. (Budanova N., Shapovalova E., Shpigun O. Study of possible application of chitosan in capillary electrophoresis // Mosc. Univ. Chem. Bull. 2006. V. 61. P. 20.)
- 30. Prokhorova A.F., Kuznetsov M.A., Shapovalova A.N., Staroverov S.M., Shpigun O.A. Enantioseparations of aromatic carboxylic acid by capillary electrophoresis using eremomycin as a chiral selector in a chitosan-modified capillary // Procedia Chem. 2010. V. 2. P. 9. https://doi.org/10.1016/j.proche.2009.12.004
- 31. Liu Q., Lin F., Hartwick R.A. Poly(diallyldimethylammonium chloride) as a cationic coating for capillary electrophoresis // J. Chromatogr. Sci. 1997. V. 35. № 3. P. 126. https://doi.org/10.1093/chromsci/35.3.126
- 32. Tseng W.L., Chen S.M., Hsu C.Y., Hsieh M.M. On-line concentration and separation of indolamines, catecholamines, and metanephrines in capillary electrophoresis using high concentration of poly(diallyldimethylammonium chloride) // Anal. Chim. Acta. 2008. V. 613. № 1. P. 108. https://doi.org/10.1016/j.aca.2008.02.049
- 33. Szabó Z.I., Benkő B.M., Bartalis-Fábián Á., Iványi R., Varga E., Szőcs L., Tóth G. Chiral separation of Apremilast by capillary electrophoresis using succinyl-β-cyclodextrin—reversal of enantiomer elution order by cationic capillary coating // Molecules. 2023. Т. 28. № 8. Article 3310. https://doi.org/10.3390/molecules28083310
- 34. Nehmé R., Perrin C., Cottet H., Blanchin M.D., Fabre H. Stability of capillaries coated with highly charged polyelectrolyte monolayers and multilayers under various analytical conditions – Application to protein analysis // J. Chromatogr. A. 2011. V. 1218. № 22. Р. 3537. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2011.03.040
- 35. Kamande M.W., Kapnissi C.P., Zhu X., Akbay C., Warner I.M. Open-tubular capillary electrochromatography using a polymeric surfactant coating // Electrophoresis. 2003. V. 24. № 6. Р. 945. https://doi.org/10.1002/elps.200390137
- 36. Qu Q., Liu D., Mangelings D., Yang C., Hu X. Permanent gold nanoparticle coatings on polyelectrolyte multilayer modified capillaries for open-tubular capillary electrochromatography // J. Chromatogr. A. 2010. V. 1217. № 42. P. 6588. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2010.08.057
- 37. Neiman B., Grushka E., Lev O. Use of gold nanoparticles to enhance capillary electrophoresis // Anal. Chem. 2001. V. 73. № 21. Р. 5220. https://doi.org/10.1021/ac0104375
- 38. Dhellemmes L., Leclercq L., Höchsmann A., Neusüß C., Biron J.P., Roca S., Cottet H. Critical parameters for highly efficient and reproducible polyelectrolyte multilayer coatings for protein separation by capillary electrophoresis // J. Chromatogr. A. 2023. V. 1695. Article 463912. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2023.463912
- 39. Макеева Д.В., Антипова К.С., Соловьева Е.В., Моргачева В.П., Колобова Е.А., Карцова Л.А. Полислойные покрытия на основе стабилизированных цитратом наночастиц золота и полидиаллилдиметиламмоний хлорида для электрофоретического разделения карбоновых кислот // Журн. аналит. химии. 2023. Т. 78. № 3. С. 241. https://doi.org/10.31857/S0044450223030088 (Makeeva D.V., Antipova K.S., Solovyeva E.V., Morgacheva V.P., Kolobova E.A, Kartsova L.A. Multilayer coatings based on citrate-stabilized gold nanoparticles and polydiallyldimethylammonium chloride for the electrophoretic separation of carboxylic acids // J. Anal. Сhem. 2023. V. 78. № 3. P. 241. https://doi.org/1010.1134/S1061934823030085)
- 40. Моргачева В.П., Макеева Д.В., Соловьева Е.В., Колобова Е.А., Карцова Л.А. Новые подходы к формированию покрытий на основе альбумина и наночастиц золота для хирального разделения методом капиллярного электрофореза // Аналитика и контроль. 2023. Т. 27. № 1. С. 21. https://doi.org/1010.15826/analitika.2023.27.1.002
- 41. Makeeva D., Morgacheva V., Kolobova E., Solovyeva E., Kartsova L. Multilayer coatings based on gold nanoparticles and polymers with bovine serum albumin as a functional layer for the chiral separation in capillary electrochromatography // J. Sep. Sci. 2024. V. 47. № 2. Article e2300864. https://doi.org/10.1002/jssc.202300864
- 42. Pak C., Marriott P.J., Carpenter P.D., Amiet R.G. Enantiomeric separation of propranolol and selected metabolites by using capillary electrophoresis with hydroxypropyl-beta-cyclodextrin as chiral selector // J. Chromatogr. 1998. V. 793. P. 357. https://doi.org/10.1016/s0021-9673 (97)00919-9
- 43. Hancu G., Cârje A., Iuga I., Fülöp I., Szabó Z.I. Cyclodextrine screening for the chiral separation of carvedilol by capillary electrophoresis // Iran. J. Pharm. Res. 2015. V. 14. P. 425.
- 44. Колобова Е.А., Карцова Л.А., Алопина Е.В., Смирнова Н.А. Разделение энантиомеров тирозина, триптофана и β-блокаторов методом капиллярного электрофореза с участием аминокислотной ионной жидкости 1-бутил-3-метилимидазолий L-пролинат [C4MIM][L-PRO] в качестве хирального селектора // Аналитика и контроль. 2018. Т. 22. № 1. С. 51. https://doi.org/1010.15826/analitika.2018.22.1.004
- 45. Podar A., Oprean R., Suciu Ş. Review – Recent enantiomer separation strategies of nonsteroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) by capillary electrophoresis // Farmacia. 2016. V. 64. № 2. P. 159.